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Análisis de células individuales

Esta célula individual muestra el proceso del dogma central de la biología molecular , que son todos los pasos que los investigadores están interesados ​​en cuantificar (ADN, AR...

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Esta célula individual muestra el proceso del dogma central de la biología molecular , que son todos los pasos que los investigadores están interesados ​​en cuantificar (ADN, ARN y proteínas).

En biología celular , el análisis de células individuales y el análisis subcelular [ 1 ] se refieren al estudio de la genómica , la transcriptómica , la proteómica , la metabolómica y las interacciones célula-célula a nivel de una célula individual, en contraposición a los métodos más convencionales que estudian poblaciones masivas de muchas células. [ 2 ] [ 3 ] [ 4 ] 

El concepto de análisis de células individuales se originó en la década de 1970. Antes del descubrimiento de la heterogeneidad, el análisis de células individuales se refería principalmente al análisis o manipulación de una célula individual dentro de una población masiva de células bajo la influencia de una condición particular utilizando microscopía óptica o electrónica. [ 5 ] Debido a la heterogeneidad observada en poblaciones de células eucariotas y procariotas, el análisis de los procesos y características bioquímicas de una sola célula permite descubrir mecanismos que son demasiado sutiles o infrecuentes para ser detectables al estudiar una población masiva de células; en el análisis multicelular convencional, esta variabilidad generalmente se enmascara por el comportamiento promedio de la población más grande. [ 6 ] Tecnologías como la clasificación celular activada por fluorescencia permiten el aislamiento preciso de células individuales seleccionadas de muestras complejas, mientras que las tecnologías de partición de células individuales de alto rendimiento [ 7 ] [ 8 ] [ 9 ] permiten el análisis molecular simultáneo de cientos o miles de células individuales no clasificadas; Esto resulta especialmente útil para el análisis de variaciones en la expresión génica entre células genotípicamente idénticas, lo que permite definir subtipos celulares que de otro modo serían indetectables.

El desarrollo de nuevas tecnologías está aumentando la capacidad de los científicos para analizar el genoma y el transcriptoma de células individuales, [ 10 ] y para cuantificar su proteoma y metaboloma . [ 11 ] [ 12 ] [ 13 ] Las técnicas de espectrometría de masas se han convertido en herramientas analíticas importantes para el análisis proteómico y metabolómico de células individuales. [ 14 ] [ 15 ] Los avances recientes han permitido la cuantificación de miles de proteínas en cientos de células individuales, [ 16 ] haciendo posibles nuevos tipos de análisis. [ 17 ] [ 18 ] La secuenciación in situ y la hibridación fluorescente in situ (FISH) no requieren que las células estén aisladas y se utilizan cada vez más para el análisis de tejidos. [ 19 ]

Aislamiento de células individuales

Muchas técnicas de análisis de células individuales requieren el aislamiento de células individuales. Los métodos que se utilizan actualmente para el aislamiento de células individuales incluyen: clasificación digital dielectroforética, digestión enzimática, clasificador de células activado por fluorescencia , trampas hidrodinámicas, microdisección por captura láser , selección manual, microfluídica , impresión por inyección de tinta, micromanipulación , dilución en serie y pinzas Raman.

La selección manual de células individuales es un método en el que las células en suspensión se observan bajo un microscopio y se seleccionan individualmente con una micropipeta . [ 20 ] [ 21 ] La técnica de pinzas Raman combina la espectroscopia Raman con pinzas ópticas , utilizando un haz láser para atrapar y manipular células. [ 22 ]

El método de clasificación digital dielectroforética utiliza una matriz de electrodos controlada por semiconductores en un chip microfluídico para atrapar células individuales en jaulas dielectroforéticas (DEP). La identificación celular se garantiza mediante la combinación de marcadores fluorescentes y la observación de imágenes. La entrega precisa se asegura mediante el movimiento controlado por semiconductores de las jaulas DEP en la celda de flujo.

La impresión por inyección de tinta [ 23 ] combina la microfluídica con MEMS en un chip CMOS para proporcionar control individual sobre un gran número de boquillas de impresión, utilizando la misma tecnología que la impresión doméstica por inyección de tinta. Esta tecnología permite ajustar la fuerza de cizallamiento para la eyección de la muestra, mejorando significativamente la supervivencia celular. Este enfoque, combinado con la inspección óptica y el reconocimiento de imágenes mediante IA, no solo garantiza la dispensación de células individuales en la placa de pocillos u otro medio, sino que también permite evaluar la calidad de la muestra celular, descartando células defectuosas, residuos y fragmentos.

El desarrollo de biochips microfluídicos basados ​​en hidrodinámica ha ido en aumento a lo largo de los años. En esta técnica, las células o partículas quedan atrapadas en una región específica para su análisis unicelular, generalmente sin la aplicación de campos de fuerza externos como ópticos, eléctricos, magnéticos o acústicos. Es necesario explorar los mecanismos de la SCA en el estado natural de la célula, y el desarrollo de estas técnicas resulta fundamental para dicho estudio. Los investigadores han destacado el vasto potencial del campo que debe explorarse para desarrollar dispositivos biochip que satisfagan las demandas del mercado y de los investigadores. La microfluídica hidrodinámica facilita el desarrollo de aplicaciones pasivas de laboratorio en un chip. [ 24 ]

Las trampas hidrodinámicas permiten aislar una célula individual en una "trampa" en un momento dado mediante transporte microfluídico pasivo. El número de células aisladas se puede controlar en función del número de trampas del sistema.

La técnica de microdisección por captura láser utiliza un láser para diseccionar y separar células individuales, o secciones, de muestras de tejido de interés. El método consiste en observar una célula bajo un microscopio para identificar y etiquetar la sección que se va a analizar, de modo que el láser pueda cortarla. Posteriormente, la célula se extrae para su análisis.

La microfluídica permite aislar células individuales para su posterior análisis. Los siguientes principios describen los diversos procesos microfluídicos para la separación de células individuales: aislamiento mediante gotas en aceite, válvulas de membrana neumáticas y trampas celulares hidrodinámicas. La microfluídica mediante gotas en aceite utiliza canales llenos de aceite para contener gotas acuosas separadas. Esto permite aislar la célula individual dentro de los canales de aceite. Las válvulas de membrana neumáticas manipulan la presión del aire para aislar células individuales mediante la deflexión de la membrana. La manipulación de la fuente de presión permite abrir o cerrar los canales en una red microfluídica. Por lo general, el sistema requiere un operador y tiene un rendimiento limitado.

Genómica

Técnicas

La genómica unicelular depende en gran medida del aumento de copias de ADN en la célula para obtener suficiente potencia estadística para una secuenciación precisa. Esto ha llevado al desarrollo de estrategias para la amplificación del genoma completo (WGA). Actualmente, las estrategias de WGA se pueden agrupar en tres categorías:

  • Cebado controlado y amplificación por PCR: PCR adaptador-enlazador WGA
  • Cebado aleatorio y amplificación por PCR: DOP-PCR, MALBAC
  • Cebado aleatorio y amplificación isotérmica: MDA

Se informa en muchos estudios comparativos que la PCR WGA con adaptador-enlazador es la técnica de mejor rendimiento para el análisis de mutaciones en células individuales diploides, gracias a su muy bajo efecto de pérdida alélica, [ 25 ] [ 26 ] [ 27 ] y para el perfilado de variación del número de copias debido a su bajo ruido, tanto con aCGH como con NGS low Pass Sequencing. [ 28 ] [ 29 ] Este método solo es aplicable a células humanas, tanto fijadas como sin fijar.

Una técnica de amplificación genómica completa (WGA) ampliamente adoptada es la reacción en cadena de la polimerasa con cebadores de oligonucleótidos degenerados (DOP-PCR). Este método utiliza la PCR, un método de amplificación de ADN bien establecido , para intentar amplificar todo el genoma mediante un amplio conjunto de cebadores . Aunque sencillo, se ha demostrado que este método tiene una cobertura genómica muy baja. Una mejora de la DOP-PCR es la amplificación por desplazamiento múltiple (MDA), que utiliza cebadores aleatorios y una enzima de alta fidelidad , generalmente la ADN polimerasa Φ29 , para lograr la amplificación de fragmentos más grandes y una mayor cobertura genómica que la DOP-PCR. A pesar de estas mejoras, la MDA aún presenta un sesgo dependiente de la secuencia (ciertas partes del genoma se amplifican más que otras debido a su secuencia, lo que provoca que algunas partes estén sobrerrepresentadas en el conjunto de datos genómicos resultante). El método que ha demostrado evitar en gran medida los sesgos observados en la DOP-PCR y la MDA es el de ciclos de amplificación basados ​​en hibridación y bucles múltiples (MALBAC). El sesgo en este sistema se reduce al copiar únicamente la cadena de ADN original en lugar de hacer copias de copias. El principal inconveniente del uso de MALBAC es que tiene una precisión reducida en comparación con DOP-PCR y MDA debido a la enzima utilizada para copiar el ADN. [ 11 ]  

Una vez amplificado mediante cualquiera de las técnicas anteriores, el ADN puede secuenciarse utilizando la secuenciación de Sanger o la secuenciación de nueva generación (NGS).

Objetivo

Existen dos aplicaciones principales para el estudio del genoma a nivel de célula individual. Una aplicación consiste en rastrear los cambios que ocurren en poblaciones bacterianas, donde a menudo se observan diferencias fenotípicas. Estas diferencias se pasan por alto fácilmente con la secuenciación masiva de una población, pero pueden observarse mediante la secuenciación de células individuales. [ 30 ] La segunda aplicación principal es el estudio de la evolución genética del cáncer. Dado que las células cancerosas mutan constantemente, es de gran interés para los investigadores observar cómo evolucionan los cánceres a nivel de células individuales. Estos patrones de mutaciones somáticas y aberraciones en el número de copias pueden observarse mediante la secuenciación de células individuales. [ 2 ]

Transcriptómica

Técnicas

La transcriptómica de células individuales utiliza técnicas de secuenciación similares a las de la genómica de células individuales o la detección directa mediante hibridación fluorescente in situ . El primer paso para cuantificar el transcriptoma es convertir el ARN en ADNc mediante transcriptasa inversa para que el contenido celular pueda secuenciarse utilizando métodos de secuenciación de nueva generación (NGS), como se hizo en genómica. Una vez convertido, no hay suficiente ADNc para secuenciar, por lo que se aplican las mismas técnicas de amplificación de ADN descritas en la genómica de células individuales para posibilitar la secuenciación. [ 2 ] Alternativamente, se utilizan compuestos fluorescentes unidos a sondas de hibridación de ARN para identificar secuencias específicas, y la aplicación secuencial de diferentes sondas de ARN permitirá construir un transcriptoma completo. [ 31 ] [ 32 ]

Objetivo

El objetivo de la transcriptómica unicelular es determinar qué genes se expresan en cada célula individual. El transcriptoma se utiliza a menudo para cuantificar la expresión génica en lugar del proteoma debido a la dificultad actual para amplificar los niveles de proteínas lo suficiente como para que resulten útiles para su estudio. [ 2 ]

Existen tres razones principales por las que se ha estudiado la expresión génica mediante esta técnica: para estudiar la dinámica génica, el empalme de ARN y la tipificación celular. La dinámica génica se estudia habitualmente para determinar qué cambios en la expresión génica afectan a diferentes características celulares. Por ejemplo, este tipo de análisis transcriptómico se ha utilizado con frecuencia para estudiar el desarrollo embrionario . Los estudios de empalme de ARN se centran en comprender la regulación de diferentes isoformas de transcritos . La transcriptómica de célula única también se ha utilizado para la tipificación celular, donde los genes expresados ​​en una célula se utilizan para identificar y clasificar diferentes tipos de células. El objetivo principal de la tipificación celular es encontrar una manera de determinar la identidad de las células que no expresan marcadores genéticos conocidos . [ 2 ]

La expresión de ARN puede servir como indicador de la abundancia de proteínas. Sin embargo, la abundancia de proteínas está regida por la compleja interacción entre la expresión de ARN y los procesos postranscripcionales. Si bien es técnicamente más complejo, la traducción puede monitorizarse mediante el perfilado de ribosomas en células individuales. [ 33 ]

Proteómica

Técnicas

Existen tres enfoques principales para la proteómica de células individuales: métodos basados ​​en anticuerpos, métodos basados ​​en proteínas fluorescentes y métodos basados ​​en espectrometría de masas. [ 34 ] [ 18 ]

Métodos basados ​​en anticuerpos

Los métodos basados ​​en anticuerpos utilizan anticuerpos diseñados para unirse a las proteínas de interés, lo que permite identificar la abundancia relativa de múltiples objetivos individuales mediante diversas técnicas.

Imagenología: Los anticuerpos pueden unirse a moléculas fluorescentes como puntos cuánticos o ser marcados con fluoróforos orgánicos para su detección mediante microscopía de fluorescencia . Dado que se unen puntos cuánticos de diferentes colores o fluoróforos únicos a cada anticuerpo, es posible identificar múltiples proteínas diferentes en una sola célula. Los puntos cuánticos pueden eliminarse de los anticuerpos sin dañar la muestra, lo que permite realizar múltiples rondas de cuantificación de proteínas utilizando este método en la misma muestra. [ 35 ] Para los métodos basados ​​en fluoróforos orgánicos, las etiquetas fluorescentes se unen mediante un enlace reversible como un híbrido de ADN (que puede fundirse/disociarse en condiciones de baja sal) [ 36 ] o se inactivan químicamente, [ 37 ] lo que permite múltiples ciclos de análisis, con 3-5 objetivos cuantificados por ciclo. Estos enfoques se han utilizado para cuantificar la abundancia de proteínas en muestras de biopsia de pacientes (por ejemplo, cáncer) para mapear la expresión variable de proteínas en tejidos y/o tumores, [ 37 ] y para medir los cambios en la expresión de proteínas y la señalización celular en respuesta al tratamiento del cáncer. [ 36 ]

Citometría de masas : los isótopos de metales raros, que normalmente no se encuentran en células o tejidos, pueden unirse a anticuerpos individuales y detectarse mediante espectrometría de masas para la identificación simultánea y sensible de proteínas. [ 38 ] Estas técnicas pueden multiplexarse ​​para la cuantificación simultánea de múltiples dianas (paneles de hasta 38 marcadores) en células individuales. [ 39 ]

Cuantificación de ADN mediante anticuerpos: otro método basado en anticuerpos convierte los niveles de proteína en niveles de ADN. [ 34 ] La conversión a ADN permite amplificar los niveles de proteína y utilizar NGS para cuantificarlas. En uno de estos métodos, se seleccionan dos anticuerpos para cada proteína que se desea cuantificar. Estos dos anticuerpos se modifican para que tengan ADN monocatenario complementario unido a ellos. Cuando los dos anticuerpos se unen a una proteína, las cadenas complementarias se hibridan y producen un segmento de ADN bicatenario que luego se puede amplificar mediante PCR. Cada par de anticuerpos diseñado para una proteína se etiqueta con una secuencia de ADN diferente. El ADN amplificado por PCR se puede secuenciar y cuantificar los niveles de proteína. [ 40 ]

Métodos basados ​​en espectrometría de masas

En la proteómica basada en espectrometría de masas, se necesitan tres pasos principales para la identificación de péptidos: preparación de la muestra, separación de péptidos e identificación de péptidos. Varios grupos se han centrado en ovocitos o células en una etapa de segmentación muy temprana, ya que estas células son inusualmente grandes y proporcionan suficiente material para el análisis. [ 41 ] [ 42 ] [ 43 ] [ 44 ] Otro enfoque, la proteómica de células individuales por espectrometría de masas (SCoPE-MS) ha cuantificado miles de proteínas en células de mamíferos con tamaños celulares típicos (diámetro de 10-15 μm) mediante la combinación de células portadoras y códigos de barras de células individuales. [ 45 ] [ 46 ] La segunda generación, SCoPE2, [ 47 ] [ 48 ] aumentó el rendimiento mediante la preparación de muestras automatizada y miniaturizada; [ 49 ] También mejoró la fiabilidad cuantitativa y la cobertura del proteoma mediante la optimización basada en datos de LC-MS/MS [ 50 ] y la identificación de péptidos. [ 51 ] La sensibilidad y consistencia de estos métodos se han mejorado aún más mediante la priorización, [ 52 ] y la preparación masivamente paralela de muestras en gotas de tamaño nanométrico. [ 53 ] Otra dirección para el análisis de proteínas de células individuales se basa en un marco escalable de adquisición independiente de datos multiplexada (plexDIA) que permite ahorrar tiempo mediante el análisis paralelo de iones peptídicos y muestras de proteínas, logrando así ganancias multiplicativas en el rendimiento. [ 54 ] [ 55 ] [ 56 ]

La separación de proteínas de diferentes tamaños se puede lograr mediante electroforesis capilar (CE) o cromatografía líquida (LC) (la cromatografía líquida con espectrometría de masas también se conoce como LC-MS). [ 42 ] [ 43 ] [ 44 ] [ 45 ] Este paso ordena los péptidos antes de la cuantificación mediante espectrometría de masas en tándem (MS/MS). La principal diferencia entre los métodos de cuantificación es que algunos utilizan marcadores en los péptidos, como etiquetas de masas en tándem (TMT) o marcadores de dimetilo , que se utilizan para identificar de qué célula proviene una proteína determinada (las proteínas de cada célula tienen un marcador diferente), mientras que otros no utilizan marcadores, sino que cuantifican las células individualmente. Los datos de espectrometría de masas se analizan luego mediante bases de datos que cuentan los péptidos identificados para cuantificar los niveles de proteína. [ 42 ] [ 43 ] [ 44 ] [ 45 ] [ 57 ] Estos métodos son muy similares a los utilizados para cuantificar el proteoma de células en masa , con modificaciones para adaptarse al volumen de muestra muy pequeño. [ 58 ]

Técnicas de ionización utilizadas en el análisis de células individuales basado en espectrometría de masas

Se puede utilizar una gran variedad de técnicas de ionización para analizar células individuales. La elección del método de ionización es crucial para la detección del analito. Puede ser determinante qué tipo de compuestos son ionizables y en qué estado aparecen, por ejemplo, la carga y la posible fragmentación de los iones. [ 59 ] En los párrafos siguientes se mencionan algunos ejemplos de ionización.

Nano-DESI

Una de las posibles formas de medir el contenido de células individuales es nano-DESI (ionización por electrospray de desorción nanométrica). A diferencia de la ionización por electrospray de desorción , que es una técnica de desorción, nano-DESI es una técnica de extracción líquida que permite el muestreo de superficies pequeñas, por lo que es adecuada para el análisis de células individuales. En nano-DESI, se colocan dos capilares de sílice fundida en forma de V, cerrando un ángulo de aproximadamente 85 grados. Los dos capilares están en contacto, por lo que se puede formar un puente líquido entre ellos y permitir el muestreo de superficies tan pequeñas como una sola célula. El capilar primario suministra el solvente a la superficie de la muestra donde ocurre la extracción y el capilar secundario dirige el solvente con las moléculas extraídas a la entrada del espectrómetro de masas (MS). La espectrometría de masas (MS) nano-DESI permite el perfilado molecular sensible y la cuantificación de especies endógenas tan pequeñas como unos pocos cientos de fmol-s en células individuales de una manera de alto rendimiento. Lanekoff et al. Se identificaron 14 aminoácidos, 6 metabolitos y varias moléculas lipídicas de células individuales de la mejilla utilizando nano-DESI MS. [ 60 ]

LAESI

En la ionización por electrospray con ablación láser (LAESI), se utiliza un láser para ablacionar la superficie de la muestra y las moléculas emitidas se ionizan en fase gaseosa mediante gotas cargadas provenientes del electrospray. Al igual que en DESI, la ionización se produce en condiciones ambientales. Anderton et al . utilizaron esta técnica de ionización acoplada a un espectrómetro de masas de transformada de Fourier para analizar 200 células individuales de Allium cepa (cebolla roja) con alta resolución espacial. [ 61 ]

SIMS

La espectrometría de masas de iones secundarios (SIMS) es una técnica similar a DESI, pero mientras que DESI es una técnica de ionización ambiental, SIMS se realiza en vacío . La superficie de la muestra sólida es bombardeada por un haz altamente enfocado de iones primarios. Al impactar la superficie, las moléculas se emiten y se ionizan. La elección de los iones primarios determina el tamaño del haz y también el grado de ionización y fragmentación. [ 62 ] Pareek et al. realizaron metabolómica para rastrear cómo se sintetizan las purinas dentro de los purinosomas y utilizaron marcaje isotópico e imágenes SIMS para observar directamente puntos calientes de actividad metabólica dentro de células HeLa congeladas. [ 63 ]

MALDI

En la desorción e ionización láser asistida por matriz (MALDI), la muestra se incorpora en una matriz química capaz de absorber energía de un láser. De forma similar a la SIMS, la ionización se produce en vacío. La irradiación láser ablaciona el material de la matriz de la superficie, generando partículas de matriz cargadas en fase gaseosa, con las moléculas del analito ionizadas a partir de esta matriz química cargada. Liu et al. utilizaron MALDI-MS para detectar ocho fosfolípidos de células A549 individuales . [ 64 ] La espectrometría de masas MALDI puede utilizarse para metabolómica espacial y análisis de células individuales. [ 65 ] [ 66 ]

Objetivo

El objetivo del estudio del proteoma es comprender mejor la actividad de las proteínas a nivel de célula individual. Dado que las proteínas son responsables de determinar cómo actúa la célula, comprender el proteoma de células individuales proporciona la mejor comprensión de cómo funciona una célula y cómo cambia la expresión génica en una célula debido a diferentes estímulos ambientales. Aunque la transcriptómica tiene el mismo propósito que la proteómica, no es tan precisa para determinar la expresión génica en las células, ya que no tiene en cuenta la regulación postranscripcional (no todos los transcritos de ARN mensajero se traducen realmente en proteínas). [ 12 ] La transcriptómica sigue siendo importante, por supuesto, ya que estudiar la diferencia entre los niveles de ARN y los niveles de proteínas puede proporcionar información sobre qué genes están regulados postranscripcionalmente.

Metabolómica

Técnicas

Existen cuatro métodos principales para cuantificar el metaboloma de células individuales: detección basada en fluorescencia, biosensores de fluorescencia, biosensores FRET y espectrometría de masas. Los tres primeros métodos utilizan microscopía de fluorescencia para detectar moléculas en la célula. Generalmente, estos ensayos emplean pequeñas etiquetas fluorescentes unidas a las moléculas de interés; sin embargo, se ha demostrado que este método es demasiado invasivo para la metabolómica de células individuales y altera la actividad de los metabolitos. La solución actual a este problema consiste en utilizar proteínas fluorescentes que actúan como detectores de metabolitos, emitiendo fluorescencia al unirse a un metabolito de interés. [ 67 ]

La espectrometría de masas se está convirtiendo en el método más utilizado para la metabolómica de células individuales. Sus ventajas son que no es necesario desarrollar proteínas fluorescentes para todas las moléculas de interés y es capaz de detectar metabolitos en el rango de femtomoles . [ 15 ] De manera similar a los métodos discutidos en proteómica, también ha habido éxito en la combinación de la espectrometría de masas con técnicas de separación como la electroforesis capilar para cuantificar metabolitos. Este método también es capaz de detectar metabolitos presentes en concentraciones de femtomoles. [ 67 ] Otro método que utiliza el micromuestreo capilar combinado con espectrometría de masas con separación por movilidad iónica ha demostrado mejorar la cobertura molecular y la separación de iones para la metabolómica de células individuales. [ 21 ] [ 68 ] Además, la espectrometría de masas de infusión directa, llamada espectrometría de masas de células individuales vivas, también se ha realizado con éxito en células humanas. [ 69 ] Los investigadores están tratando de desarrollar una técnica que pueda suplir las carencias de las técnicas actuales: alto rendimiento, mayor sensibilidad para metabolitos que tienen menor abundancia o que tienen bajas eficiencias de ionización, buena replicabilidad y que permita la cuantificación de metabolitos. [ 70 ]

Objetivo

El objetivo de la metabolómica unicelular es comprender mejor, a nivel molecular, temas biológicos importantes como el cáncer, las células madre, el envejecimiento y el desarrollo de resistencia a los fármacos. En general, la metabolómica se centra principalmente en comprender cómo las células responden a las tensiones ambientales a nivel molecular y en obtener una comprensión más dinámica de las funciones celulares. [ 67 ]

Reconstrucción de trayectorias de desarrollo

Los ensayos transcriptómicos de células individuales han permitido reconstruir trayectorias de desarrollo. La ramificación de estas trayectorias describe la diferenciación celular. Se han desarrollado varios métodos para reconstruir trayectorias de desarrollo ramificadas a partir de datos transcriptómicos de células individuales. [ 71 ] [ 72 ] [ 73 ] [ 74 ] [ 75 ] . Una evaluación comparativa exhaustiva de los métodos se puede encontrar aquí [ 76 ] . Estos métodos utilizan varios conceptos matemáticos avanzados, desde el transporte óptimo [ 73 ] hasta los grafos principales. [ 74 ] y los laplacianos de Hodge [ 77 ] . Algunas bibliotecas de software para la reconstrucción y visualización de trayectorias de diferenciación de linajes están disponibles gratuitamente en línea. [ 78 ]

interacción célula-célula

Las interacciones célula-célula se caracterizan por interacciones estables y transitorias.

Véase también

Referencias

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  • Xiang R, Wang J, Chen Z, Tao J, Peng Q, Ding R, et  al. (julio de 2025). "Mapas transcriptómicos espaciotemporales de hemorragia intracerebral en ratones con resolución unicelular". Neuron . 113 (13): 2102–2122.e7. doi : 10.1016/j.neuron.2025.04.026 . PMID 40412375 . 
  • Zhou WM, Yan YY, Guo QR, Ji H, Wang H, Xu TT, et  al. (octubre de 2021). "Aplicaciones de microfluídica para la secuenciación de células individuales de alto rendimiento" . Journal of Nanobiotechnology . 19 (1) 312. doi : 10.1186/s12951-021-01045-6 . PMC 8507141. PMID 34635104 .  
  • Ding L, Radfar P, Rezaei M, Warkiani ME (julio de 2021). "Un método fácil de operar para el aislamiento y recuperación de células individuales utilizando una matriz de gotas estáticas microfluídicas". Mikrochimica Acta . 188 (8) 242. doi : 10.1007/s00604-021-04897-9 . PMID 34226955 . S2CID 235738076 .  
  • Luo C, Liu H, Xie F, Armand EJ, Siletti K, Bakken TE, et  al. (marzo de 2022). " La multiómica de núcleo único identifica la diversidad del genoma regulador de las células corticales humanas" . Cell Genomics . 2 (3) 100107. doi : 10.1016/j.xgen.2022.100107 . PMC 9004682. PMID 35419551 .  
  • Descamps L, Le Roy D, Deman AL (febrero de 2022). "Tecnologías basadas en microfluídica para el aislamiento de CTC: una revisión de 10 años de intensos esfuerzos hacia la biopsia líquida" . International Journal of Molecular Sciences . 23 (4): 1981. doi : 10.3390/ijms23041981 . PMC 8875744. PMID 35216097 .  
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