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Respirometría

La respirometría es un término general que engloba una serie de técnicas para obtener estimaciones de las tasas de metabolismo de vertebrados , invertebrados , plantas , tejidos...

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La respirometría es un término general que engloba una serie de técnicas para obtener estimaciones de las tasas de metabolismo de vertebrados , invertebrados , plantas , tejidos, células o microorganismos mediante una medición indirecta de la producción de calor ( calorimetría ).

Tasas metabólicas del animal completo

El metabolismo de un animal se estima determinando las tasas de producción de dióxido de carbono ( VCO₂ ) y consumo de oxígeno ( VO₂ ) de animales individuales, ya sea en un sistema de respirometría de circuito cerrado o abierto. Normalmente se obtienen dos medidas: la tasa metabólica basal (TMB) o tasa metabólica estándar (TMB) y la tasa máxima ( VO₂máx ). La TMB se mide mientras el animal está en reposo (pero no dormido) bajo condiciones específicas de laboratorio (temperatura, hidratación) y condiciones específicas del sujeto (p. ej., tamaño o alometría [ 1 ] ), edad, estado reproductivo, postabsortivo para evitar el efecto térmico de los alimentos ). [ 2 ] El VO₂máx se determina normalmente durante el ejercicio aeróbico en o cerca de los límites fisiológicos. [ 3 ] En cambio, la tasa metabólica de campo (TMC) se refiere a la tasa metabólica de un animal activo y sin restricciones en la naturaleza. [ 4 ] Las tasas metabólicas del animal completo se refieren a estas medidas sin corrección por la masa corporal. Si los valores de SMR o BMR se dividen por el valor de la masa corporal del animal, entonces la tasa se denomina específica de la masa. Es este valor específico de la masa el que se suele escuchar en las comparaciones entre especies. [ 5 ]

Respirometría cerrada

La respirometría se basa en el principio de que "lo que entra debe salir". [ 6 ] Consideremos primero un sistema cerrado. Imaginemos que colocamos un ratón en un recipiente hermético. El aire sellado en el recipiente contiene inicialmente la misma composición y proporciones de gases que estaban presentes en la habitación: 20,95 % de O₂ , 0,04 % de CO₂ , vapor de agua ( la cantidad exacta depende de la temperatura del aire, véase punto de rocío ), 78 % (aproximadamente) de N₂ , 0,93 % de argón y una variedad de gases traza que componen el resto (véase atmósfera terrestre ). Con el paso del tiempo, el ratón en la cámara produce CO₂ y vapor de agua, pero extrae O₂ del aire en proporción a sus demandas metabólicas. Por lo tanto, siempre que conozcamos el volumen del sistema, la diferencia entre las concentraciones de O₂ y CO₂ al inicio, cuando sellamos al ratón en la cámara (las condiciones de referencia), y las cantidades presentes después de que el ratón haya respirado el aire posteriormente, debe ser la cantidad de CO₂ / O₂ producida /consumida por el ratón . El nitrógeno y el argón son gases inertes y, por lo tanto, sus cantidades fraccionarias no se ven alteradas por la respiración del ratón. En un sistema cerrado, el ambiente eventualmente se volverá hipóxico .

Respirometría abierta

Para un sistema abierto, las limitaciones de diseño incluyen las características de lavado de la cámara del animal y la sensibilidad de los analizadores de gases. [ 7 ] [ 8 ] Sin embargo, el principio básico sigue siendo el mismo: lo que entra debe salir. La principal distinción entre un sistema abierto y uno cerrado es que el sistema abierto hace circular aire a través de la cámara (es decir, el aire es impulsado o aspirado por una bomba) a una velocidad que repone constantemente el O 2 agotado por el animal mientras elimina el CO 2 y el vapor de agua producidos por el animal. El caudal volumétrico debe ser lo suficientemente alto para asegurar que el animal nunca consuma todo el oxígeno presente en la cámara, pero al mismo tiempo, la velocidad debe ser lo suficientemente baja para que el animal consuma suficiente O 2 para su detección. Para un ratón  de 20 g , caudales de aproximadamente 200 ml/min a través de recipientes de 500 ml proporcionarían un buen equilibrio. A este caudal, se introducen aproximadamente 40 ml de O 2 en la cámara y todo el volumen de aire en la cámara se intercambia en 5 minutos. Para otros animales más pequeños, el volumen de la cámara puede ser mucho menor y el caudal también se ajustaría a la baja. Cabe destacar que, para animales de sangre caliente o endotérmicos ( aves y mamíferos ), el tamaño de la cámara o el caudal se seleccionarían para adaptarse a sus tasas metabólicas más elevadas.   

Cálculos

El cálculo de las tasas de VO2 y /o VCO2 requiere conocer los caudales de entrada y salida de la cámara, además de las concentraciones fraccionarias de las mezclas de gases que entran y salen de la cámara del animal. En general, las tasas metabólicas se calculan a partir de condiciones de estado estacionario (es decir, se supone que la tasa metabólica del animal es constante [ 9 ] [ 10 ] ). Para conocer las tasas de oxígeno consumido, es necesario conocer la ubicación del medidor de flujo con respecto a la cámara del animal (si se coloca antes de la cámara, el medidor de flujo está "aguas arriba", si se coloca después de la cámara, el medidor de flujo está "aguas abajo"), y si hay o no gases reactivos presentes (por ejemplo, CO2 , agua , metano , véase gas inerte ).

Para un sistema abierto con medidor de flujo aguas arriba, donde se eliminan el agua (por ejemplo, sulfato de calcio anhidro ) y el CO2 antes del analizador de oxígeno , se utiliza una ecuación adecuada.

VO2=FR⋅(FenO2−FexO2)1−FexO2{\displaystyle {\ce {VO2={\frac {{\mathit {FR}}\cdot ({\mathit {F}}_{in}O2-{\mathit {F}}_{ex}O2)}{1-{\mathit {F}}_{ex}O2}}}}}

Para un sistema abierto con medidor de flujo aguas abajo, donde se eliminan el agua y el CO2 antes del analizador de oxígeno , se utiliza una ecuación adecuada.

VO2=FR⋅(FenO2−FexO2)1−FenO2{\displaystyle {\ce {VO2={\frac {{\mathit {FR}}\cdot ({\mathit {F}}_{in}O2-{\mathit {F}}_{ex}O2)}{1-{\mathit {F}}_{in}O2}}}}}

dónde

  • FR es el caudal volumétrico ajustado a las condiciones estándar de temperatura y presión (consulte las condiciones estándar de temperatura y presión ).
  • F en O 2 es la cantidad fraccional de oxígeno presente en la corriente de aire actual (la línea base o de referencia), y
  • F ex O 2 es la cantidad fraccional de oxígeno presente en la corriente de aire ex actual (lo que el animal ha consumido en relación con el valor inicial por unidad de tiempo).

Por ejemplo, los valores de la tasa metabólica basal (TMB) de un ratón de 20 g (Mus musculus) podrían ser FR = 200 mL/min, y las lecturas de la concentración fraccional de O₂ de un analizador de oxígeno son F en O₂ = 0,2095, F ex O₂  = 0,2072 . La tasa  calculada de consumo de oxígeno es de 0,58 mL / min o 35 mL/hora. Suponiendo una entalpía de combustión para el O₂ de 20,1 julios por mililitro, calcularíamos la producción de calor (y por lo tanto el metabolismo) para el ratón como 703,5 J/h.    

Equipo de respirometría

En un sistema de flujo abierto, la lista de equipos y componentes es extensa en comparación con la de un sistema cerrado, pero su principal ventaja radica en que permite el registro continuo del metabolismo. Además, el riesgo de hipoxia es mucho menor.

Bombas para flujo de aire

  • Bomba de vacío : se necesita una bomba para empujar (es decir, en la ubicación aguas arriba) o aspirar (es decir, en la ubicación aguas abajo) el aire hacia dentro y a través de la cámara del animal y el sistema de flujo continuo de respirometría.
  • Bomba de submuestras: Para aspirar el aire a través de los analizadores, se utiliza una bomba pequeña, estable y fiable.

Medidores de flujo y controladores de flujo

  • Medidores de flujo de burbujas: Una forma sencilla, pero muy precisa, de medir caudales consiste en cronometrar el movimiento de burbujas de película de jabón a través de tubos de vidrio entre marcas de volumen conocido. [ 11 ] El tubo de vidrio se conecta en la parte inferior (para sistemas de empuje) o en la parte superior (para sistemas de succión) a la corriente de aire. Una pequeña pera de pipeta de goma, fijada en la base del tubo, actúa como depósito y sistema de suministro de las burbujas de jabón. Su funcionamiento es sencillo. Primero, humedezca la superficie de vidrio a lo largo del recorrido de las burbujas (por ejemplo, presione la pera para que el flujo de aire empuje abundantes cantidades de jabón hacia arriba) para obtener una superficie prácticamente sin fricción. Segundo, apriete la pera para producir una burbuja limpia. Con un cronómetro, registre el tiempo que tarda la burbuja en viajar entre las marcas del vidrio. Anote el volumen registrado en la marca superior (por ejemplo, 125 = 125  ml), divida el volumen por el tiempo necesario para viajar entre las marcas y el resultado será el caudal (ml/s). Estos instrumentos se pueden adquirir en diversos proveedores, pero también se pueden construir a partir de pipetas volumétricas de vidrio del tamaño adecuado .
  • Caudalímetros acrílicos  : En ciertas circunstancias de caudales elevados, podemos utilizar caudalímetros acrílicos sencillos (0–2,5  litros/min) para controlar el flujo a través de las cámaras metabólicas. Los caudalímetros se ubican aguas arriba de las cámaras metabólicas. Son fáciles de usar, pero deben calibrarse dos veces al día para su uso en el sistema de respirometría: una vez antes de que comience la grabación (¡pero después de que el animal haya sido sellado dentro de la cámara!) y otra vez al finalizar la grabación (antes de que el animal sea retirado de la cámara). La calibración debe realizarse con un caudalímetro de burbujas, ya que las marcas de calibración en los caudalímetros acrílicos son solo aproximadas. Para una calibración correcta de los caudales, recuerde que deben registrarse tanto la presión barométrica como la temperatura del aire que fluye a través del caudalímetro (que suponemos igual a la temperatura ambiente).
  • Medidores de flujo másico : Las ecuaciones necesarias para calcular las tasas de consumo de oxígeno o producción de dióxido de carbono asumen que los caudales de entrada y salida de las cámaras se conocen con exactitud. Utilizamos medidores de flujo másico que ofrecen la ventaja de proporcionar caudales independientes de la temperatura y la presión atmosférica. Por lo tanto, estos caudales pueden considerarse corregidos a condiciones estándar (temperatura y presión estándar). Solo medimos y controlamos el flujo en un punto: aguas abajo de la cámara. Por consiguiente, debemos asumir que los caudales de entrada y salida son idénticos. Sin embargo, durante la construcción del sistema de respirometría, el caudal debe medirse en todas las etapas y en todas las conexiones para verificar la integridad del flujo.
  • Válvulas de aguja : Los caudalímetros másicos se pueden adquirir con controladores de caudal másico que permiten ajustar los caudales. Sin embargo, son costosos. En la investigación de respirometría, a menudo se intenta medir a más de un animal a la vez, lo que requeriría una cámara por animal y, por lo tanto, un flujo controlado en cada cámara. Un método alternativo y más económico para controlar el flujo sería mediante válvulas de aguja de acero inoxidable o acero al carbono. Las válvulas de aguja, junto con los caudalímetros másicos, proporcionan una solución rentable para lograr los caudales deseados. Las válvulas cuestan alrededor de $20.

Tubos y cámaras

  • Tubos y conexiones  : Se pueden utilizar diversos tipos de tubos para conectar los componentes del sistema de respirometría a la cámara del animal. Dependiendo de las características del sistema, se puede utilizar una variedad de tubos flexibles. En las zonas del sistema con atmósferas oxidantes bajas (por ejemplo, niveles de ozono de fondo), se pueden utilizar tubos y conectores de acetilo, Bev-A-Line, Kynar, nailon y Tygon. Se recomienda el uso de tubos de teflón si se prevé la presencia de cantidades apreciables de ozono, ya que es inerte a este gas. Los tubos de teflón son más caros y menos flexibles.
  • Cámaras metabólicas: Las cámaras pueden ser frascos de vidrio con tapones de goma como tapas; cilindros de jeringas para animales pequeños e insectos; o construidas con plexiglás . Idealmente, las cámaras deben construirse con materiales inertes; por ejemplo, los plásticos acrílicos pueden absorber O₂ y pueden ser una mala opción para la respirometría con insectos muy pequeños. [ 12 ] Las cámaras deben construirse de manera que produzcan una mezcla rápida de gases en su interior. La cámara metabólica más simple para un vertebrado pequeño podría ser un frasco de vidrio con un tapón. Los tapones están provistos de dos puertos: se proporcionan extensiones cortas de tubo de teflón para las conexiones de línea. Las extensiones de tubo de teflón se pasan a través del mamparo y la conexión de línea se termina colocando una pequeña abrazadera de manguera en la base de la extensión del tubo de teflón. Además, se debe proporcionar una extensión al puerto de entrada dentro del frasco, esto asegura que los gases espiratorios del animal no sean arrastrados por la corriente de entrada. El animal se sella dentro y el tapón de goma se mantiene en su lugar con correas de velcro . Si se utiliza un sistema de flujo ascendente, cualquier fuga en la cámara metabólica provocará la pérdida de aire del animal y, por lo tanto, una subestimación de su tasa metabólica. Al introducir un animal en una cámara metabólica, es fundamental prestar atención al sellado. Para garantizar un sellado hermético antes de cerrar la tapa, inserte firmemente el tapón en el recipiente y asegúrese de que quede nivelado. Utilice 1 o 2 correas (dos son mejor) y tire con fuerza. Para algunos usos se fabricarán cámaras de acrílico (plexiglás), pero se requerirá una ingeniería precisa para asegurar un ajuste adecuado; las juntas serán útiles y el uso juicioso de abrazaderas ajustadas minimizará las fugas.
  • Tubos de lavado: Se debe eliminar el agua antes y después de la cámara de animales. Una disposición sería usar una columna acrílica grande de Drierite ( malla 8 (escala) , es decir, relativamente gruesa) aguas arriba (antes de la bomba de empuje, antes de la cámara de animales) para secar la corriente de aire de entrada y varios tubos con Drierite de malla más pequeña (10–20, es decir, relativamente fina) para eliminar el agua después de la cámara de animales. Para preparar un tubo de lavado, asegúrese de que haya una pequeña cantidad de algodón en cada extremo del tubo para evitar que las partículas de polvo viajen a los analizadores. Use pequeñas cantidades de algodón, digamos alrededor de 0,005 g, solo lo suficiente para evitar que el polvo entre en el tubo. Grandes cantidades de algodón bloquearán el flujo de aire cuando/si se humedezca. Vierta el Drierite en el tubo con un embudo, golpee el tubo sobre la mesa para compactar los granos firmemente (para aumentar el área de superficie; el aire + agua fluye a través del Drierite suelto, lo que requiere cambios frecuentes de los depuradores) y tape con una pequeña cantidad de algodón. Para eliminar el dióxido de carbono antes y después de la cámara de animales, se utiliza Ascarite II (Ascarite II es una marca registrada de Arthur H. Thomas Co.). Ascarite II contiene NaOH, que es cáustico (así que evite el contacto con la piel y manténgalo alejado del agua). Se prepara un tubo de limpieza colocando una pequeña cantidad de algodón en un extremo, llenando un tercio con Drierite de 10 a 20 mallas, agregando una pequeña cantidad de algodón, luego otro tercio del tubo con Ascarite II, otra capa de algodón, seguida de más Drierite y tapando el tubo con otra pequeña cantidad de algodón. Golpee el tubo contra la mesa a medida que agrega cada capa para compactar los gránulos. Nota: Drierite se puede usar repetidamente (después de calentarlo en un horno), aunque Drierite perderá color con el secado repetido; Ascarite II se usa una sola vez y se considerará un residuo peligroso .

Analizadores

  • Analizador de dióxido de carbono : Los analizadores de CO₂ suelen utilizar métodos de detección basados ​​en infrarrojos para aprovechar que el CO₂ absorbe la luz infrarroja y la reemite en longitudes de onda ligeramente mayores. El medidor del panel del analizador muestra la concentración de CO₂ en todo el rango de 0,01 a 10 %, y también genera una salida de voltaje proporcional a la concentración de CO₂ para el registro de datos.
  • Analizador de oxígeno : Los analizadores de oxígeno adecuados para la respirometría utilizan diversos sensores de oxígeno , incluidos los galvánicos ("temperatura ambiente"), paramagnéticos , polarográficos ( electrodos tipo Clark ) y de circonio ("alta temperatura"). Los analizadores galvánicos de O₂ utilizan una celda de combustible que contiene un electrolito ácido , un ánodo de metal pesado y una membrana delgada permeable a los gases. Dado que la presión parcial de O₂ cerca del ánodo es cero, el O₂ se difunde hacia el ánodo a través de la membrana a una velocidad proporcional a la presión parcial de O₂ ambiente . La celda de combustible produce un voltaje linealmente proporcional a la presión parcial de O₂ en la membrana. Siempre que la temperatura del gabinete sea estable y el flujo de aire a través de la celda de combustible sea estable y esté dentro del rango, la respuesta será del 0,01 % o mejor, dependiendo de la electrónica de soporte, el software y otras consideraciones.

Finalmente, un sistema informático de adquisición y control de datos sería un complemento típico para completar el sistema. En lugar de un registrador gráfico , se realizan registros continuos del consumo de oxígeno y/o la producción de dióxido de carbono con la ayuda de un convertidor analógico-digital conectado a una computadora. El software captura, filtra, convierte y muestra la señal según las necesidades del experimentador. Diversas empresas y profesionales prestan servicios a la comunidad de respirometría (por ejemplo, Sable Systems , Qubit Systems; véase también Warthog Systems).

Tasas metabólicas mitocondriales

Dentro del cuerpo, el oxígeno se suministra a las células y, dentro de ellas, a las mitocondrias , donde se consume en el proceso de generación de la mayor parte de la energía que requiere el organismo. La respirometría mitocondrial mide el consumo de oxígeno por las mitocondrias sin necesidad de un animal vivo completo y es la principal herramienta para estudiar la función mitocondrial. [ 13 ] Se pueden someter tres tipos diferentes de muestras a estos estudios respirométricos: mitocondrias aisladas (de cultivos celulares, animales o plantas); células permeabilizadas (de cultivos celulares); y fibras o tejidos permeabilizados (de animales). En los dos últimos casos, la membrana celular se vuelve permeable mediante la adición de sustancias químicas que dejan intacta selectivamente la membrana mitocondrial. Por lo tanto, las sustancias químicas que normalmente no podrían atravesar la membrana celular pueden influir directamente en las mitocondrias. Al permeabilizar la membrana celular, la célula deja de existir como un organismo vivo y definido, quedando solo las mitocondrias como estructuras aún funcionales. A diferencia de la respirometría en animales completos, la respirometría mitocondrial se realiza en solución, es decir, la muestra se suspende en un medio. Actualmente, la respirometría mitocondrial se realiza principalmente mediante una cámara cerrada.

Sistema de cámara cerrada

La muestra, suspendida en un medio adecuado, se coloca en una cámara metabólica herméticamente cerrada. Las mitocondrias se llevan a estados definidos mediante la adición secuencial de sustratos o inhibidores. Dado que las mitocondrias consumen oxígeno, la concentración de oxígeno disminuye. Este cambio en la concentración de oxígeno se registra mediante un sensor de oxígeno en la cámara. A partir de la velocidad de disminución del oxígeno (teniendo en cuenta la corrección por difusión de oxígeno), se puede calcular la tasa respiratoria de las mitocondrias. [ 13 ]

Aplicaciones

Investigación básica

El funcionamiento de las mitocondrias se estudia en el campo de la bioenergética . [ 14 ] Las diferencias funcionales entre mitocondrias de diferentes especies se estudian mediante respirometría como un aspecto de la fisiología comparada . [ 15 ] [ 16 ]

Investigación aplicada

La respirometría mitocondrial se utiliza para estudiar la funcionalidad mitocondrial en enfermedades mitocondriales o enfermedades con una fuerte relación (sospechada) con las mitocondrias, por ejemplo, diabetes mellitus tipo 2 , [ 17 ] [ 18 ] obesidad [ 19 ] y cáncer . [ 20 ] Otros campos de aplicación son, por ejemplo, la ciencia del deporte y la conexión entre la función mitocondrial y el envejecimiento . [ 21 ]

Equipo

El equipo habitual incluye una cámara metabólica sellable, un sensor de oxígeno y dispositivos para el registro de datos, agitación, termostatización y un método para introducir sustancias químicas en la cámara. Como se describió anteriormente para la respirometría de animales completos, la elección de los materiales es muy importante. [ 13 ] Los materiales plásticos no son adecuados para la cámara debido a su capacidad de almacenamiento de oxígeno. Cuando los materiales plásticos son inevitables (por ejemplo, para juntas tóricas, recubrimientos de agitadores o tapones), se pueden utilizar polímeros con una permeabilidad al oxígeno muy baja (como PVDF en lugar de, por ejemplo, PTFE ). La difusión de oxígeno restante dentro o fuera de los materiales de la cámara se puede manejar corrigiendo los flujos de oxígeno medidos para el flujo de fondo de oxígeno instrumental. El instrumento completo que comprende los componentes mencionados se suele llamar oxígrafo. Las empresas que suministran equipos para la respirometría de animales completos mencionadas anteriormente generalmente no participan en la respirometría mitocondrial. La comunidad recibe servicios con precios y niveles de sofisticación muy variados por parte de empresas como Oroboros Instruments, Hansatech, Respirometer Systems & Applications, YSI Life Sciences o Strathkelvin Instruments.

Véase también

Referencias

  1. ↑ White, CR; Seymour, RS (2005). "Escalado alométrico del metabolismo de los mamíferos". Journal of Experimental Biology . 208 (9): 1611– 1619. Bibcode : 2005JExpB.208.1611W . doi : 10.1242/jeb.01501 . PMID 15855392 . 
  2. ↑ Blaxter, K. 1989. Metabolismo energético en animales y humanos . Cambridge University Press. ISBN 0-521-36931-2
  3. ↑ Weibel, ER; Hoppeler, H. (2005). "La tasa metabólica máxima inducida por el ejercicio se correlaciona con la capacidad aeróbica muscular". Journal of Experimental Biology . 208 (9): 1635– 1644. Bibcode : 2005JExpB.208.1635W . doi : 10.1242/jeb.01548 . PMID 15855395 . 
  4. ↑ Nagy, KA (2005). "Tasa metabólica de campo y tamaño corporal". Journal of Experimental Biology . 208 (9): 1621– 1625. Bibcode : 2005JExpB.208.1621N . doi : 10.1242/jeb.01553 . PMID 15855393 . 
  5. ↑ Makarieva, AM; Gorshkov, VG; Li, BL; Chown, SL; Reich, PB; Gavrilov, VM (2008). "Las tasas metabólicas medias específicas de masa son sorprendentemente similares en los principales dominios de la vida: evidencia del óptimo metabólico de la vida" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias . 105 (44): 16994– 16999. Bibcode : 2008PNAS..10516994M . doi : 10.1073/pnas.0802148105 . PMC 2572558. PMID 18952839 .  
  6. ↑ Frappell, PB; Blevin, HA; Baudinette, RV (1989). "Comprendiendo las cámaras de respirometría: lo que entra debe salir". Journal of Theoretical Biology . 138 (4): 479– 494. Bibcode : 1989JThBi.138..479F . doi : 10.1016/s0022-5193(89)80046-3 . PMID 2593683 . 
  7. ↑ Withers, PC (2001). "Diseño, calibración y cálculo para sistemas de respirometría de flujo continuo". Australian Journal of Zoology . 49 (4): 445– 461. Bibcode : 2001AuJZ...49..445W . doi : 10.1071/ZO00057 .
  8. ↑ Lighton, JRB 2008. Medición de las tasas metabólicas: Un manual para científicos. Oxford University Press. ISBN 0-19-531061-6.
  9. ↑ Bartholomew, GA; Vleck, D.; Vleck, CM (1981). "Mediciones instantáneas del consumo de oxígeno durante el calentamiento previo al vuelo y el enfriamiento posterior al vuelo en polillas esfíngidas y polillas saturníidas". Journal of Experimental Biology . 90 (1): 17– 32. doi : 10.1242/jeb.90.1.17 .
  10. ↑ Pendar, H.; Socha, JJ (2015). "Estimación del intercambio instantáneo de gases en sistemas de respirometría de flujo continuo: una revisión moderna del método de transformación Z de Bartholomew" . PLOS ONE . 10 (10) e0139508. Bibcode : 2015PLoSO..1039508P . doi : 10.1371/ journal.pone.0139508 . PMC 4605654. PMID 26466361 .  
  11. ↑ Levy, A (1964). "La precisión del método del medidor de burbujas para mediciones de flujo de gas". Journal of Scientific Instruments . 41 (7): 449– 453. Bibcode : 1964JScI...41..449L . doi : 10.1088/0950-7671/41/7/309 .
  12. ↑ Stevens, ED (1992). "Uso de materiales plásticos en sistemas de medición de oxígeno". Journal of Applied Physiology . 72 (2): 801– 804. Bibcode : 1992JAPh...72..801S . doi : 10.1152/jappl.1992.72.2.801 . PMID 1559961 . 
  13. 1 2 3 Gnaiger, E. 2008. Sensores polarográficos de oxígeno, el oxígrafo y la respirometría de alta resolución para evaluar la función mitocondrial. En: Disfunción mitocondrial en la toxicidad inducida por fármacos (Dykens JA y Will Y., eds.) John Wiley: 327–352. ISBN 978-0-470-11131-4
  14. ↑ Gnaiger E, ed (2007) "Vías mitocondriales y control respiratorio" . OROBOROS MiPNet Publications, Innsbruck, 1.ª edición electrónica, ISBN 978-3-9502399-0-4
  15. ↑ Hildebrandt, Tatjana M.; Grieshaber, Manfred K. (2008). "Tres actividades enzimáticas catalizan la oxidación del sulfuro a tiosulfato en mitocondrias de mamíferos e invertebrados". The FEBS Journal . 275 (13): 3352– 3361. doi : 10.1111/j.1742-4658.2008.06482.x . PMID 18494801 . 
  16. ↑ Fangue, Nann A.; Richards, Jeffrey G.; Schulte, Patricia M. (2009). "¿Explican las propiedades mitocondriales la variación intraespecífica en la tolerancia térmica?". Journal of Experimental Biology . 212 (4): 514– 522. Bibcode : 2009JExpB.212..514F . doi : 10.1242/jeb.024034 . PMID 19181899 . 
  17. ^ Philix, E.; Schrauwen-Hinderling, VB; Mensink, M.; Lenaers, E.; Meex, R.; Hoeks, J.; Kooi, YO; Moonen-Kornips, E.; Sels, JP; Hesselink, MK; Schrauwen, P. (2008). "La respiración mitocondrial intrínseca inferior estimulada por ADP subyace a la disfunción mitocondrial in vivo en el músculo de pacientes masculinos con diabetes tipo 2" . Diabetes . 57 (11): 2943–9.doi : 10.2337 / db08-0391 . PMC 2570390 . PMID 18678616 .  
  18. ↑ Knauf, C.; Cani, PD; Ait-Belgnaoui, A.; Benani, A.; Dray, C.; Cabou, C.; Colom, A.; Uldry, M.; Rastrelli, S.; Sabatier, E.; Godet, N.; Waget, A.; Pénicaud, L.; Valet, P.; Burcelín, R. (2008). "La señalización del péptido 1 similar al glucagón en el cerebro controla la aparición de resistencia a la insulina inducida por una dieta alta en grasas y reduce el gasto de energía". Endocrinología . 149 (10): 4768– 4777. doi : 10.1210/en.2008-0180 . PMID 18556349 . 
  19. ^ Hoeks, J.; Briedé, JJ; de Vogel, J.; Schaart, G.; Nabben, M.; Moonen-Kornips, E.; Hesselink, MK; Schrauwen, P. (2008). "Función mitocondrial, contenido y producción de ROS en el músculo esquelético de rata: efecto de la alimentación rica en grasas". FEBS Lett . 582 (4): 510– 516. Código bibliográfico : 2008FEBSL.582..510H . doi : 10.1016/j.febslet.2008.01.013 . PMID 18230360 . 
  20. ↑ Aumento; Enrique Sampera, E.; Morgadob, L.; Estradab, JC; Bernadb, A.; Hubbarda, A.; Susana Cadenas, S.; Melova, S. (2009). "Aumento de la biogénesis mitocondrial, estrés oxidativo y glucólisis en linfomas murinos. Free" . Radical Biology and Medicine . 46 (3): 387– 396. doi : 10.1016/j.freeradbiomed.2008.10.036 . PMC 2665299. PMID 19038329 .  
  21. ↑ Hutter, E.; Unterluggauer, H.; Garedew, A.; Jansen-Durr, P.; Gnaiger, E. (2006). "Respirometría de alta resolución: una herramienta moderna en la investigación del envejecimiento". Exp. Gerontol . 41 (1): 103– 109. doi : 10.1016/j.exger.2005.09.011 . PMID 16309877 . 
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